Дезинфекция банок из под мочи

Поделитесь, пожалуйста, кто как обрабатывает баночки? Хоть пользуюсь только лично и в домашних условиях, но все-таки хочется чтоб стерилизация и все было по правилам.

Ещё больше интересного материала в нашей рассылке!

Подписываясь на рассылку, я даю согласие на обработку своих персональных данных!

обычно производитель пишет к каким агрессивным средам устойчивы изделия из пластмассы или пластика.а так по нормам банки замачивают в мыльном растворе стирального порошка часа на два с последующем полосканием под проточной водой

Я также замачиваю в мыльном расстворе, потом промываю под проточной водой, но считаю, что этого мало и затем обрабатываю антисептиком, который удаляет все бактерии) В принципи получается дезинфекция изделий медицинского назаначения))

Очень хорошо дополнительно перед применением… СПИРТОМ!
И приятно и безопасно ?

Да, спиртом действительно приятно и безопасно=) Хотя на курсах по массажу говорили, что пластиковые банки не выдержат спирта, но вроде уже год обрабатываю и ничего вроде, работают) :side:

Постарайтесь не полоскать в спирту резиновые банки, все таки это агрессивная среда для них…

кто бы что бы не сказал, но банки перед применением нужно спиртом дезинфицировать…

спирт можно сказать только «обезжиривает» необходимо после промывки спиртом ещё и хлоргексидином обработать. Особенно если кто то банки под кровь ставит, пред применением обязательно процедуру повторить

Перепост ответа Олега Лиокумовича, владеющего впечатляющим арсеналом банок всех видов с massage.ru

«Олег поделитесь пожалуйста вашими секретами дезинфекции, может быть … опять вернусь к своим наработкам? »

Добрый вечер! Какие секреты?! ? Резиновые банки я сначала мою в теплой воде с мылом, а затем в стерилизатор. Для кровопускания использую только стекло. Сначала мою, затем дез. раствор Микроцид-ликвид , затем стерилизатор. Пластиковые банки протираю дез.раствором Юнисепта-Е., или чем придется (шутка).Бамбук варится 15-20 мин.. При желании его можно обработать в стерилизаторе. Скребки из нефрита туда-же.
Молоточки только одноразовые, или ланцеты диабетические.
С уважением.

В последнее время на медицинских конференциях утверждают, что спирт давно не является антисептиком и многие бактерии к нему устойчивы. В последнее время обрабатываю дез. расстворами нового поколения, например Неоформ.

вот за дез растворы на прошлой неделе получил по голове от сэс.вобщем пришлось пока банки спрятать.нужно им обосновать что банки не контактируют с жидкостями и поэтому не требуют 6 часового замачивания.

Ну так какая проблема — пусть начальство закупит количество наборов по количеству клиентов на эти 6 часов и можно замачивать ?

Замачиваю в растворе »А-ДЕЗ»производства фирмы ООО»Дезконтракт,Россия,это дезинфекция с моющим эффектом.

Резиновые банки после использования я просто промываю с мылом от масла, а потом еще раз намыливаю хозяйственным мылом и оставляю их так, под пленкой из засохшего мыла, до следующего раза.

Дезинфекция поверхности банок проводится двукратным протиранием 3% раствором перекиси водорода с последующим использованием 5% моющего средства типа « Лотос».

Как обеззаражить банки от хиджамы ?

Обработка замачивание в хлорамине на сутки,затем промыть в чистой воде, и после 9%*уксус с водой +перекись. На 2суток.затем обработать озонатором.

После обработать хлор гексидином спиртовым перед работой.

источник

Лабораторные инструменты, иглы, капилляры, предметные стекла, пробирки, меланжеры, счетные камеры, кюветы фотоэлектрометра, пипетки, наконечники, резиновые груши, баллоны и т.д., посуда после каждого использования должны подвергаться дезинфекции.

Использованные изделия промываются в ёмкости с водой. Промывные воды обеззараживаются кипячением в течение 30 минут или засыпают сухой хлорной известью, известью белильной термостойкой, нейтральным гипохлоритом кальция (НГК) в соотношении 200 г на 1 л воды, перемешивают и обеззараживают в течение 60 минут. Промытые изделия кипят в закрытой емкости в воде в течение 30 минут, или в 2% растворе соды, дальнейшая предстерилизационная очистка не проводится.

Лабораторные инструменты могут быть обеззаражены погружением в раствор с дезинфицирующим раствором.

Время обеззараживания – см. инструкцию.
Дезинфицирующие растворы используются однократно.
Емкости для проведения дезинфекции должны быть чётко маркированы, иметь крышки.

При дезинфекции изделий, имеющих внутренние каналы, растворы дезинфицирующего средства в объёме 5-10 мл пропускают через канал с помощью груши для удаления остатков крови, сыворотки и др., после чего изделия полностью погружают в дезинфицирующий раствор во вторую ёмкость.

При погружении инструментов в горизонтальном положении полости каждого инструмента должны быть заполнены дезинфицирующим раствором.

Каждая партия сухих хлорсодержащих дезинфектантов перед использованием должна подвергаться контролю на содержание активного хлора.

Посуда, соприкасающаяся с кровью или сывороткой и не предназначенная для последующего контакта с обследуемым после дезинфекции промывается под проточной водой для полного удаления дезинфектанта и проходит необходимую технологическую обработку.

Ёмкости кювет-анализатора ФП, кюветы измерительной аппаратуры, пластиковые пробирки и т.д. обеззараживаются только 6% раствором перекиси водорода и промываются проточной водой.

С предметных стёкол с фиксированным и окрашенным мазком крови после проведения микроскопии удаляются остатки иммерсионного масла, стёкла кипятятся в мыльном растворе не менее 15 минут до полного отхождения краски, затем промываются под проточной водой, подсушиваются на воздухе и протираются.

Остатки крови, мочи, спинномозговой жидкости и т.п., пробы, содержащие разведенную сыворотку без добавления кислот, щелочей сливают в специальную тару и обеззараживают сухой хлорной известью, известью белильной термостойкой, нейтральным гипохлоритом кальция в соотношении 1:5 в течение часа. При удалении сгустков следует предварительно отделить материал металлическим шпателем, который затем обеззараживается. Посуда из-под мочи, кала обрабатывается по описанной выше методике, но может не подвергаться стерилизации.

При загрязнении кровью или секретами мебели, инвентаря, приборов их следует немедленно дважды протереть ветошью, ватными или марлевыми тампонами, обильно смоченными дезинфицирующими растворами.

Использованную ветошь сбрасывают в специально выделенную ёмкость с дезраствором, маркированную: «Для дезинфекции использованной ветоши».

При загрязнении кровью или секретами спец. одежды, её снимают, предварительно обработав дезраствором участок загрязнения.

Для санитарной обработки помещений КДЛ можно применять только те дезинфицирующие средства, которые официально разрешены Департаментом госсанэпиднадзора Минздрава России, зарегистрированы в Бюро по регистрации лекарственных средств и имеют свидетельство о государственной регистрации, сертификат соответствия и методические указания по применению, утвержденные Департаментом госсанэпиднадзора Минздрава России.
Средства для дезинфекции поверхностей в помещениях КДЛ должны соответствовать следующим требованиям:
1. Обеспечивать гибель возбудителей внутрибольничных инфекций: бактерий, вирусов, грибов — при комнатной температуре;
2. Обладать моющими свойствами или хорошо совмещаться с моющими средствами;
3. Иметь относительно низкую токсичность (4-3 класс опасности) и быть безвредными для окружающей среды;
4. Быть совместимыми с различными видами материалов (не портить обрабатываемые поверхности);
5. Быть стабильными, неогнеопасными, простыми в обращении;
6. Не оказывать фиксирующего действия на органические загрязнения.
В настоящее время в России разрешены к применению 242 средства дезинфекции из различных химических групп, отличающиеся физико-химическими свойствами (форма применения, растворимость, стабильность, наличие моющего действия, значение рН растворов и т.д.), специфической биологической (антимикробной) активностью, токсичностью, назначением, сферой применения. Для достижения противоэпидемического эффекта дезинфекционного мероприятия необходимо правильно выбрать дезинфицирующее средство, соответствующее поставленной задаче. Для этого медицинский персонал должен хорошо знать основные свойства и особенности конкретных дезинфицирующих средств.
Анализ свойств современных дезинфицирующих средств, проведенный в соответствии с перечисленными критериями, показал, что для проведения дезинфекции поверхностей в помещениях КДЛ пригодны, в первую очередь, средства, относящиеся к группе катионных ПАВ (четвертичные аммониевые соединения, третичные амины, производные гуанидинов) и композиции на их основе. Приемлемо применение хлорактивных и кислородактивных средств при наличии у них моющих свойств или при возможности добавления к ним моющих средств непосредственно перед их использованием. Дезинфицирующие средства из других химических групп по тем или иным причинам для обработки поверхностей в помещениях менее пригодны.
Порядок проведения санитарной обработки поверхностей в помещениях (пол, стены, двери и др., жесткая мебель, поверхности аппаратов, приборов, оборудования и т.д.), необходимость использования моющих или дезинфицирующих средств, частота проведения обработок зависят от профиля КДЛ и функционального назначения конкретного помещения.
В помещениях КДЛ любого профиля, в соответствии с действующими нормативными документами, два раза в сутки проводится влажная уборка с применением моющих или моюще-дезинфицирующих средств.
Генеральная уборка диагностических лабораториях проводится 1 раз в неделю, в ванных комнатах, туалетах, подсобных и вспомогательных помещениях — 1 раз в 10-15 дней.
Прежде, чем приступить к работе, медицинский персонал, проводящий обработку, должен внимательно изучить методические указания по применению выбранного конкретного средства, обращая внимание на спектр антимикробного действия (обеспечит ли средство гибель имеющегося на поверхностях микроорганизма), параметры токсичности (можно ли применять средство в присутствии больных, какие использовать меры предосторожности при работе с ним и т.д.), обладает ли средство моющим действием, а также имеющиеся характерные особенности средства.
Растворы дезинфицирующих средств готовят в специальном помещении, оборудованном приточно-вытяжной вентиляцией или в вытяжном шкафу. Персонал, готовящий раствор, должен работать в спецодежде: халат, шапочка, марлевая повязка, резиновые перчатки, а если есть указания, то и респиратор определенной марки и защитные очки.
Растворы дезинфицирующих средств готовят путем смешивания дезинфицирующего средства с водопроводной водой в специальной технической посуде (емкости). Если средство обладает коррозионной активностью (хлорактивные, кислородактивные средства), для рабочих растворов используют емкости из коррозионностойкого материала (пластик, стекло, эмаль без повреждения). Более удобны для применения градуированные емкости, позволяющие дозировать смешиваемые ингредиенты. Необходимое для приготовления рабочего раствора количество дезинфицирующего средства в виде порошка взвешивают на весах или пользуются специальными мерными ложками, которые прилагаются к упаковке средства. Дезинфицирующие средства в виде водных или спиртовых концентратов для приготовления раствора отмеряют с помощью мерного градуированного стакана, пипетки или шприца. Иногда дезинфицирующие средства выпускаются во флаконах с вмонтированной в них или съемной (в виде второй крышки-колпачка) мерной емкостью или в емкостях с насосом.
Для получения нужной концентрации при приготовлении рабочего раствора важно соблюдать рекомендованное соотношение средства и воды (см. Методические указания по применению конкретного средства). Обычно при приготовлении рабочего раствора сначала в емкость наливают требуемое количество воды, затем добавляют к ней дезинфицирующее средство, размешивают и закрывают крышкой до полного растворения. Наиболее удобно готовить рабочие растворы дезинфицирующих средств, производимых в форме таблеток или в разовых упаковках.
В зависимости от химической природы рабочие растворы некоторых средств могут быть приготовлены впрок и храниться в закрытой емкости в специальном помещении до применения определенное время (сутки и более), другие должны быть использованы сразу после приготовления.
Поверхности в помещениях (пол, стены, двери и т.д.), жесткую мебель, поверхности аппаратов, приборов обеззараживают способом протирания ветошью, смоченной в растворе дезинфицирующего средства или способом орошения.
Для обработки поверхностей в помещениях КДЛ более приемлем способ протирания, позволяющий сочетать процесс дезинфекции с мытьем объекта. Для этих целей целесообразно использовать средства, обладающие наряду с антимикробными также моющими свойствами. Для дезинфекции небольших, трудно доступных поверхностей, а также для экстренной обработки небольших по площади поверхностей применяют дезинфицирующие средства способом распыления с помощью ручного распылителя типа «Росинка» или средства в аэрозольной упаковке. При необходимости проведения заключительной дезинфекции в КДЛ, при перепрофилировании кабинета, иногда при проведении генеральных уборок поверхности обрабатывают способом орошения из гидропульта или другого распыляющего устройства, позволяющего обработать помещение большого объема. При использовании для дезинфекции способа орошения медицинский персонал должен строго соблюдать все рекомендуемые меры предосторожности: защитную одежду, респиратор, защитные очки, резиновые перчатки. Такую обработку следует проводить в отсутствие больных.
Воздух и дополнительно поверхности в помещениях КДЛ обеззараживают ультрафиолетовым облучением с помощью бактерицидных облучателей, которые по месту расположения могут быть потолочными, настенными и передвижными, а по конструкции — открытого (применяют в отсутствие больных), закрытого (возможно применение в присутствии людей) и комбинированного типа. Разновидностью закрытого облучателя являются рециркуляторы воздуха с естественным или принудительным прохождением потока воздуха через камеру, внутри которой расположены бактерицидные облучатели, рекомендованные для непрерывного режима облучения в помещениях с постоянным пребыванием людей и высокими требованиями асептики. Режим дезинфекции зависит от мощности облучателя, объема помещения, критериев эффективности его обеззараживания, связанных с его функциональным назначением и определяется в соответствии с «Методическими указаниями по применению бактерицидных ламп для обеззараживания воздуха и поверхностей» №11-16/03-06, утвержденными Минздравмедпромом РФ 28.02.95 г.
Санитарно-техническое оборудование протирают ветошью или чистят щетками (ершами), смоченными в дезинфицирующем растворе или используют чистяще-дезинфицирующие средства в виде порошка, пасты, геля или другой готовой формы, рекомендованные для этих целей и обладающие наряду с дезинфицирующими свойствами хорошими потребительскими качествами (моющими, отбеливающими, чистящими, дезодорирующими). Чаще всего это хлорактивные или кислородсодержащие средства.
Уборочный инвентарь: ветошь, салфетки, губки, мочалки и т.д. — после уборки помещения и обработки объектов замачивают в дезинфицирующем растворе, по истечении экспозиции стирают или моют, прополаскивают водопроводной водой, высушивают и хранят в определенном месте. Использованные ветошь, салфетки и т.д. можно продезинфицировать также способом кипячения. Емкости, из которых производилась обработка помещений, освобождают от использованного дезинфицирующего раствора, моют и высушивают. Ерши, щетки замачивают в дезинфицирующем растворе на определенный срок, после чего споласкивают водопроводной водой. Все средства для уборки помещений должны находиться в отдельной комнате, каждое на своем, для него отведенном месте, и быть промаркированы в соответствии с тем, для обработки какого объекта и какого помещения они предназначены. Для каждого помещения и для отдельных объектов должен быть отдельный уборочный инвентарь.
Генеральные уборки в КДЛ проводятся в соответствии с планом-графиком. В каждом подразделении должно быть определенное количество наборов уборочного инвентаря, в зависимости от числа помещений, в которых должна проводиться уборка. Генеральную уборку проводят в отсутствие больных при открытых фрамугах. Сначала из помещения удаляют мусор и медицинские отходы, собранные в контейнеры. Мебель отодвигают от стен. Тщательно моют стены, двери и т.д., уделяя особое внимание выключателям, дверным ручкам, замкам. Ветошью, смоченной в дезинфицирующем растворе, протирают светильники, арматуру, отопительные батареи, мебель, поверхности аппаратов, приборов, освобождая их от пыли. Один раз в месяц моют изнутри окна (снаружи окна моют 1 раз в полгода). Заканчивают уборку мытьем пола, начиная из дальнего конца комнаты, тщательно вымывая углы, плинтуса и пол около них по всему периметру комнаты, затем моют ее центральную часть. В помещениях, требующих особо строгого соблюдения правил асептики после влажной уборки включают ультрафиолетовые облучатели (время облучения устанавливается в зависимости от различных факторов в соответствии с действующими методическими указаниями — см. выше). Если поверхности в помещениях обрабатывали способом орошения, по истечении дезинфекционной выдержки проводится влажная уборка.
При санитарной обработке КДЛ возможно также использование препаратов для обеззараживания воздуха. Таких как:

Триэтиленгликоль. Аэрозоль получают путем испарения триэтиленгликоля с металлических лотков (размер 20-15 см) при слабом подогреве (с помощью электрической плитки или горелки, помещенных под лотком на расстоянии 20-30 см). Испарение производят в течение 20-40 минут, за сутки до помещения больного в палату. Расход дезинфицирующего вещества 0,1 г на 1 куб.м воздуха.

Концентрированная пищевая молочная кислота. Испарение молочной кислоты производят в течение 20 минут, из расчета 0,01-0,015 мл на 1 куб.м воздуха с поверхности кружочка фильтровальной бумаги, положенного на кольцо

бунзеновского штатива над электрической плиткой на расстоянии 20 см (молочная кислота наносится на фильтровальную бумагу пипеткой).
Раствор перекиси водорода в 0,5% молочной кислоте. Распыление производят в течение 40-50 минут с помощью специальных аэрозольных генераторов или пульверизаторов, пылесоса со специальной насадкой (величина отверстия 0,3-0,5 мм). Расход дезинфицирующего раствора 5 мл на 1 куб.м воздуха.

Примечание: Обеззараживание воздуха палат раствором 3% перекиси водорода с 0,5% молочной кислотой можно проводить как накануне до помещения больного в палату, так и за 2 часа.

Распыление аэрозольного баллона «Букет» производят при расходе аэрозольной смеси 5 г на 1 куб. м воздуха.

Стирка спецодежды на дому категорически запрещается. Смена спецодежды должна осуществляться не менее 2 раз в неделю.

Перчатки после окончания работы обеззараживаются погружением в 3% раствор хлорамина или 6% раствор перекиси водорода на 1 час или кипячением в течение 30 минут.

Одноразовый инструментарий (плашки, наконечники автоматических пипеток и т.д.) обеззараживаются и утилизируются в паровом стерилизаторе при 2,0 кг/см2 (1320С) – 60 минут.

источник

УТВЕРЖДЕНА
Минздравом СССР
17 января 1991 года

С целью профилактики инфицирования медицинского персонала лечебно-профилактических учреждений особое значение имеет выполнение требований противоэпидемического режима.

Ответственность за организацию и соблюдение противоэпидемического режима при работе с потенциально опасным материалом возлагается на руководителя клинико-диагностической лаборатории (КДЛ).

Инструктаж среднего и младшего медицинского персонала проводится ответственным за технику безопасности не реже одного раза в квартал.

Инструкция составлена в соответствии с ГОСТом 42-21-2-85 «Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назначения. Методы, средства и режимы», а также приказом Минздрава СССР (1989 год) «О мерах по снижению заболеваемости вирусным гепатитом в стране».

Медицинскому персоналу КДЛ следует избегать контактов кожи и слизистых оболочек с кровью и другими биологическими жидкостями, для чего необходимо:

1. Работать в медицинских халатах, шапочках, сменной обуви, а при угрозе забрызгивания кровью или другими биологическими жидкостями — в масках, очках, клеенчатом фартуке.

2. Работать с исследуемым материалом в резиновых перчатках, все повреждения кожи на руках должны быть закрыты лейкопластырем или напальчником. Избегать уколов и порезов.

3. Проводить разборку, мойку, прополаскивание лабораторного инструментария, посуды после предварительной дезинфекции в резиновых перчатках.

4. В случае загрязнения кожных покровов кровью или другими биологическими жидкостями следует немедленно обработать их в течение 2 мин тампоном, обильно смоченным 70% спиртом, вымыть под проточной водой с мылом и вытереть индивидуальным тампоном. При загрязнении перчаток кровью их протирают тампоном, смоченным 3% раствором хлорамина, 6% раствором перекиси водорода.

При подозрении на попадание крови на слизистые оболочки их немедленно обрабатывают струей воды, 1% раствором протаргола; рот и горло прополаскивают 70% спиртом, или 1% раствором борной кислоты, или 0,05% раствором перманганата калия.

5. Запрещается есть, пить, курить и пользоваться косметикой на рабочем месте.

6. Запрещается пипетирование крови ртом; следует использовать автоматические пипетки, а при их отсутствии — резиновые груши.

7. Поверхность рабочих столов в конце каждого рабочего дня подвергается дезинфекции, а в случае загрязнения биологическим материалом — немедленно.

Взятие крови следует проводить в резиновых перчатках, соблюдая правила асептики, обрабатывая перчатки 70% спиртом перед каждым взятием. Перед проколом кожу пальца обследуемого обрабатывают стерильным тампоном (шариком из ваты), смоченным 70% спиртом.

После взятия крови к раневой поверхности прикладывают новый стерильный тампон, смоченный 70% спиртом. Извлекать скарификаторы следует только с помощью пинцета, хранящегося в растворе дезинфекционного средства.

Стерильные тампоны хранятся в упаковке из бумаги, указанной в ГОСТе 42-21-2-85, в количестве не более 20 штук. Стерильные лабораторные инструменты хранятся в той же упаковке, в которой проводилась их стерилизация. Существует несколько вариантов взятия крови для гематологического исследования.

I вариант. После прокола пальца несколько капель крови (не менее 3-4), спускают на индивидуальное предметное (часовое) стекло, перемешивают и используют для работы.

II вариант. Кровь набирают в индивидуальные стерильные, предварительно выверенные капилляры объемом 20 мкл и капилляры Панченко непосредственно с поверхности кожи проколотого индивидуальным копьем пальца пациента.

III вариант. Кровь в количестве 40 мкл набирают стерильным индивидуальным капилляром Панченко, предварительно смоченным цитратом в соотношении цитрата и крови 1: 4 по объему.

IV вариант. После прокола кожи пальца 6-8 капель крови спускают в пластиковую пробирку, в которую предварительно внесено небольшое (на кончике глазной лопаточки) количество трилона Б.

Пробирку с кровью тщательно перемешивают, вращая ее между ладонями. Разлив крови пипетками по пробиркам осуществляется в лаборатории.

Количество компонентов для приготовления 1 л моющего р-ра

При механизированной очистке (струйный метод)

Раствор перекиси водорода:

При механизированной очистке (струйный метод, использование ультразвука) и ручной очистке

Моющее средство «Прогресс», «Айна», «Астра», «Лотос», «Лотос-автомат», «Маричка», г

При механизированной очистке с использованием ультразвука

Примечание. При использовании моющего средства, содержащего 0,5% перекиси водорода и 0,5% синтетического моющего средства «Лотос» и «Лотос-автомат», применяют ингибитор коррозии — 0,14% олеат натрия (1,4 г на 1 л раствора). В скобках указано количество питьевой воды в мл.

Процесс при проведении очистки

Замачивание в моющем растворе при полном погружении изделия при применении моющего средства «Биолот»

То же при применении моющего средства «Прогресс», «Астра», «Лотос», «Лотос-автомат», «Айна», «Маричка»

Мойка каждого изделия в моющем растворе при помощи ерша и ватно-марлевого тампона

Ополаскивание проточной водой:

— при применении моющего средства «Биолот»

Ванна, раковина с устройством для струйной подачи

— при применении моющего средства «Маричка», «Прогресс»

— при применении средств «Астра», Лотос», «Айна», «Лотос-автомат»

Ополаскивание дистиллированной водой

До полного исчезновения влаги

1. Температура раствора в процессе мойки не поддерживается.

2. Моющий раствор перекиси водорода с синтетическими моющими средствами, в том числе «Лотос», «Лотос-автомат», с ингибитором коррозии можно использовать в течение суток с момента изготовления, если цвет раствора не изменился. Неизмененный раствор можно подогревать до 6 раз, в процессе подогрева концентрация перекиси водорода существенно не изменяется.

3. Раствор моющего средства «Биолот», применяемый как при ручном, так и при механическом способе, используется однократно, так как при повторном использовании фермент, входящий в состав моющего средства, разрушается в процессе очистки.

Лабораторные инструменты, иглы, капилляры, предметные стекла, пробирки, меланжеры, счетные камеры, кюветы фотоэлектроколориметра, пипетки, наконечники, резиновые груши, баллоны и т.д., посуда после каждого использования должны подвергаться дезинфекции.

1. Использованные изделия промывают в емкости с водой. Промывные воды обеззараживают кипячением в течение 30 мин или засыпают сухой хлорной известью, известью белильной термостойкой, нейтральным гипохлоритом кальция (НГК) в соотношении 200 г на 1 л, перемешивают и обеззараживают в течение 60 мин. Промытые изделия кипятят в закрытой емкости в воде в течение 30 мин или в 2% растворе соды в течение 15 мин. (В случае кипячения изделий в 2% растворе соды дальнейшая предстерилизационная очистка не проводится.)

2. Лабораторные инструменты могут быть обеззаражены погружением в раствор с дезинфицирующим раствором.

В качестве дезинфицирующих используются следующие растворы: 3% раствор хлорамин, 6% перекись водорода, 6% перекись водорода с 0,5% моющего средства («Прогресс», «Астра». «Айна», «Лотос», «Лотос-автомат»), 4% формалин, 0,5% НГК, 0,5% сульфохлорантин; время обеззараживания 60 мин.

Дезинфицирующие растворы используются однократно.

Емкости для проведения дезинфекции должны быть четко маркированы, иметь крышки.

При дезинфекции изделий, имеющих внутренние каналы, растворы дезинфекционного средства в объеме 5-10 мл пропускают через канал с помощью груши для удаления остатков крови, сыворотки и пр., после чего изделия полностью погружают в дезинфицирующий раствор во вторую емкость.

При погружении инструментов в горизонтальном положении полости каждого инструмента должны быть заполнены дезинфицирующим раствором.

3. Каждая партия сухих хлорсодержащих дезинфектантов перед использованием должна подвергаться контролю на содержание активного хлора.

4. Посуду, соприкасающуюся с кровью или сывороткой и не предназначенную для последующего контакта с обследуемым, после дезинфекции промывают проточной водой для полного удаления дезинфектанта и проводят необходимую технологическую обработку.

5. Блоки кювет анализатора ФП, кюветы измерительной аппаратуры, пластиковые пробирки и т.д. обеззараживают только 6% раствором перекиси водорода и промывают проточной водой.

6. С предметных стекол с фиксированным и окрашенным мазком крови после проведения микроскопии удаляют остатки иммерсионного масла, стекла кипятят в мыльном растворе не менее 15 мин до полного отхождения краски, затем промывают проточной водой, подсушивают на воздухе и протирают.

7. Остатки крови, мочи, спинномозговой жидкости и т.д., пробы, содержащие разведенную сыворотку без добавления кислот, щелочей сливают в специальную тару и обеззараживают сухой хлорной известью, известью белильной термостойкой, НГК в соотношении 1:5 в течение 1 часа. При удалении сгустков следует предварительно отделить материал металлическим шпателем, который затем обеззараживают. Посуду из-под мочи, кала обрабатывают по описанной выше методике, но ее можно не подвергать стерилизации.

8. При загрязнении кровью или секретами мебели, инвентаря, приборов их следует немедленно дважды протереть ветошью, ватными или марлевыми тампонами, обильно смоченными дезинфицирующими растворами.

Использованную ветошь сбрасывают в специально выделенную емкость с дезинфицирующим раствором, маркированную «Для дезинфекции использованной ветоши».

9. При загрязнении кровью или секретами спецодежды ее снимают, предварительно обработав дезинфицирующим раствором участок загрязнения.

Стирка спецодежды на дому категорически запрещается. Смена спецодежды должна осуществляться не менее 2 раз в неделю.

10. Перчатки после окончания работы обеззараживают погружением в 3% раствор хлорамина или 6% раствор перекиси водорода на 1 час или кипячением в течение 30 мин.

11. Одноразовый инструментарий (плашки, наконечники, автоматические пипетки и т.д.) обеззараживают и утилизируют в паровом стерилизаторе при 2,0 кг/2 (132° С) в течение 60 мин.

После дезинфекции лабораторный инструментарий, соприкасающийся с раневой поверхностью или слизистыми оболочками обследуемого, подлежит обязательной предстерилизационной очистке и стерилизации.

Предстерилизационную очистку проводят с применением моющих растворов (табл.1 и 2).

Количество предстерилизационной очистки изделий оценивают на наличие крови путем постановки бензидиновой или амидопириновой пробы, на наличие остаточных количеств щелочных компонентов моющего вещества — путем фенолфталеиновой пробы.

Самоконтроль в КДЛ проводят ежедневно, контролю подвергают не менее 1% от одновременно обработанных изделий одного наименования, но не менее 3-5 единиц.

При положительной пробе на кровь или моющее средство всю группу контролируемых изделий подвергают повторной обработке до получения отрицательных результатов.

После дезинфекции и предстерилизационной очистки проводят стерилизацию игл, шприцев, пробирок, пипеток, стеклянных палочек, стекол, меланжеров и т.д.

источник

На результат анализа мочи большое влияние может оказать состояние посуды, в которую ее собирают. Даже небольшой налет жира или остатки моющих средств могут показать наличие в моче белка или стать причиной других отклонений от нормы анализа.

Чтобы избежать этого, необходимо правильно подобрать и подготовить посуду. Прежде всего, следует знать, что мочу собирают в ту посуду, в которой сдают анализ. Переливание из одной емкости в другую может ухудшить результат, а в некоторых случаях просто недопустимо, например, если анализ мочи надо сдавать в стерильной посуде.

Для анализов, которые необязательно сдавать в стерильной посуде, можно подготовить баночку самостоятельно. Для этих целей подойдет стеклянная посуда с плотно закручивающейся крышкой объемом 150-250 мл.

И баночку, и крышку необходимо хорошо помыть с моющим средством, а затем тщательно прополоскать под проточной водой. В завершение можно простерилизовать банку (вместе с крышкой), обдав кипятком. Горячая вода удалит остатки жира с внутренних стенок посуды, если они еще остались.

В некоторых лабораториях или для определенных видов анализов использовать домашнюю посуду не допускается, только лишь специальную.

Такая баночка правильно называется контейнером для сбора мочи. Специальная посуда для мочи представляет собой одноразовые пластиковые баночки с плотно закручивающейся крышкой.

Изготавливают их из полипропилена (такие баночки обладают высокой прозрачностью) или полистирола (имеют повышенную механическую прочность). Пластиковые контейнеры выдерживают достаточно широкий диапазон колебаний температуры, поэтому могут находиться в прохладных условиях (при хранении содержимого).

Пластиковые баночки бывают стерильными и нестерильными. Перед сдачей анализа необходимо уточнить, должна ли посуда для его сбора обладать стерильностью. Стерильный контейнер упакован в индивидуальную герметичную упаковку. При сборе мочи в стерильную баночку нельзя прикасаться к ее внутренним стенкам и внутренней поверхности крышки, оставлять открытой на длительное время (после наполнения сразу плотно закрыть крышкой). Внутри стерильной баночки может находиться вакуумная пробирка — это специальный тип контейнера для стерильного отбора мочи в пробирку.

Емкость баночек может быть разной — от 60 до 250 мл. Для сбора мочи взрослого человека лучше брать контейнер большего объема, так как наполнять его рекомендуется на 2/3. Где взять специальную баночку для анализа мочи? Приобрести их можно во многих лабораториях и аптеках.

Лучшие санатории по лечению почек и мочеполовой системы: методы лечения, условия и цены

Диагностика почек: анализы необходимые для постановки правильного диагноза

• Посуда для анализа мочи по методу Нечипоренко — должна быть чистой и сухой, без остатков моющих средств, жиров или других загрязнений. Стерильность не требуется. Достаточный объем баночки — 150-250 мл (как сдавать анализ мочи по Нечипоренко).
• Посуда для общего анализа мочи — должна соответствовать тем же требованиям, что и баночка для анализа по Нечипоренко (как собрать общий анализ).
• Посуда для бактериологического исследования — основным требованием к контейнерам для бак посева является стерильность. Для определения флоры достаточно небольшого ее количества (порядка 10 мл), поэтому в качестве емкости можно использовать стерильную баночку или пробирку.
• Анализ по Зимницкому — особых требований к баночкам нет. Главное отличие от сбора общего анализа заключается в количестве таких баночек — их должно быть 8 штук, так как мочу следует собирать каждые 3 часа на протяжении суток. Уже наполненные мочой контейнеры должны находиться в прохладе, без доступа света.
• Посуда для сдачи суточной мочи представляет собой 2-3 литровую банку с нанесенной на стенку разметкой объема. Она должна быть чистой и снабжаться плотно прилегающей крышкой. Чаще всего, банка для сбора суточной мочи выдается лабораторией, проводящей ее анализ. На протяжении всего времени, когда собирается анализ, банка с мочой должна стоять в прохладном месте, без доступа солнечного или искусственного освещения.

Облегчить сбор мочи младенцев и маленьких детей могут специальные детские мочеприемники. Они подходят как для мальчиков, так и для девочек. Это мягкие, прозрачные мешочки с отверстием, которое с целью фиксации по периметру покрыто липким слоем. Фиксирующий слой обеспечивает надежное прилегание мочеприемника к телу и исключает протекание. После подмывания ребенка кожу надо хорошо просушить, чтобы мочеприемник хорошо держался.

После завершения мочеиспускания такой мешочек легко снимается. Он одноразовый, поэтому повторно его использовать нельзя. Если вы будете собирать мочу в такой мочеприемник первый раз, рекомендуем купить несколько штук, так как с первого раза сбор не всегда выходит удачным.

источник

Посуда для бактериологических работ должна быть чистой, а для многих исследований — и стерильной, так как исполь­зование загрязненной, плохо вымытой посуды может привести к получению неправильных результатов.

Для мытья лабораторной посуды в микробиологических лабораториях отводится отдельное помещение — моечная, или специальное рабочее место, которое обеспечивается боль­шой раковиной с подводкой горячей и холодной воды, нагре­вательными приборами: газовой или электрической плитой.

В моечной необходимо иметь кастрюли, тазы, ведра, ерши, щетки и доски с колышками для сушки чистой посуды. На дно раковины кладут густую металлическую сетку, чтобы предупредить засорение канализационной сети частицами агара, ватой, бумагой, попадающими в воду при мытье посуды.

Надписи, сделанные на стекле восковым карандашом, лег­ко снимаются щеткой либо кусочком влажной марли с ме­ловым порошком или содой.

Для устранения налета белого цвета, нередко появляю­щегося на стекле, посуду помещают на 30—40 минут в 5—10% раствор соляной кислоты.

Сильно загрязненную посуду со следами жира обрабатывают в хромовой смеси. Хромовая смесь, будучи сильным окислителем, разрушает органические вещества с об­разованием растворимых или газообразных продуктов. Перед употреблением хромовую смесь подогревают до температуры 45—50°С, а затем заливают ею грязную посуду. Работать с хромовой смесью необходимо с осторожностью, в фартуке и резиновых перчатках, после тщательно промывать посуду.

Мытье новой лабораторной посуды. В ведре с теплой водой растворяют хозяйственное мыло, чтобы образовалось небольшое количество пены, погружают в нее посуду и ста­вят на слабый огонь. После 15-минутного кипячения посуду вынимают, ополаскивают чистой водой, погружают в теплый 1—2% раствор соляной кислоты, доводят до ки­пения и вываривают 10—15 минут, чтобы нейтрализовать избы­ток щелочи, который мог остаться при изготовлении стекла. После кипячения в кислоте посуду прополаскивают водопроводной водой и дважды дистиллированной.

При мытье посуды, служащей для постановки серологиче­ских реакций , кислоты и щелочи использовать не рекоменду­ется, так как даже следы этих веществ, оставшиеся на стенках, могут исказить результат реакции. Такую посуду моют горячей водой, кладут на сетки, чтобы с нее стекла вода, за­тем несколько раз ополаскивают дистиллированной водой и сушат в сушильном шкафу.

Мытье лабораторной посуды, бывшей в употреблении. По­суда, в которой содержался зараженный материал, поступает в мойку после предварительной дезинфекции, гарантирующей гибель находящихся в ней патогенных микробов. Перед мытьем из пробирок, чашек и матрацев обеззараженную жид­кость выливают в канализацию. Не очень загрязненную посу­ду моют ершом в горячей воде с мылом, содой или в растворе горчицы. Посуду со следами агара, желатина или другой питательной среды за сутки перед мытьем заливают 2—2,5% раствором едкого натра или едкого кали. Очень загрязнен­ную жирную посуду, не поддающуюся мытью обычным спо­собом, заливают на 30—40 минут хромовой смесью, а затем в течение продолжительного времени промывают сначала проточной водопроводной, затем — дистиллированной водой.

Надежный способ мытья и обеззараживания лабораторной посуды предложен Г.П. Кирсановым (1972). От­работанную лабораторную посуду (пробирки, чашки Петри, предметные стекла с мазками после иммерсионной микроско­пии и пр.) стерилизуют в автоклаве в течение 2 ч при 2 атм. Далее посуду загружают в бак и заливают рас­твором, содержащим на 100 мл дистиллированной воды 5 мл нашатырного спирта и 3 г порошка для стирки хлопчатобу­мажного и льняного белья. Лабораторная посуда хорошо отмывается и обезжиривается в течение 30 минут кипячения в указанном растворе, затем ее прополаскивают водопроводной водой и дважды дистиллированной. После этого посуду высушивают в сушильном шкафу. Для обработки посуды, применявшейся для выращивания микобактерий туберкулеза на яичных питательных средах, А.В. Ивановым и соавт. (1974) предложен простой способ. Использованные пробирки со средами автоклавируют при 1,5 атм в течение 30 минут, затем по 250—300 штук укладывают в бачки или эмалированные ведра с плотной крышкой, заливают 1% раствором едкого натра и кипятят 2 ч. Во время кипячения остатки питательной среды растворяются и образуется однородная жидкая мыльно-ще­лочная смесь, способствующая освобождению пробирок от плотных остатков среды. После 2 ч кипячения мыльно-щелоч­ной раствор сливают для повторного ис­пользования (раствор может быть использован 3—4 раза). Прокипяченные отмытые пробирки несколько раз прополас­кивают водопроводной водой и высушивают.

Посуду, используемую для приготовления и хранения пи­тательных сред и культивирования микробов, нельзя обраба­тывать дезинфицирующими веществами, так как даже следы их делают питательную среду непригодной для размножения микроорганизмов.

Мытье градуированных пипеток. Пипетки и другая граду­ированная посуда, поступающая для работы, должны быть абсолютно чистыми и хорошо обезжиренными. На стенках плохо обезжиренной посуды при выливании жидкости остается большое количество капель, вследствие чего слитый объем жидкости не будет соответствовать той величине, которая указана на шкале деления.

Новые градуированные пипетки, не бывшие в употребле­нии, моют следующим образом. С помощью резинового баллончика, надетого на пипетку, насасывают в нее горячую мыльную воду и затем погружают в сосуд с такой же водой. Чтобы вода из пипеток не вытекала, уровень жидкости в со­суде должен соответствовать высоте пипеток. Выдержав 20—30 минут в мыльном растворе, пипетки прополаскивают водо­проводной водой и переносят в 1—2% раствор соляной кислоты, который постепенно доводят до кипения. Далее пипетки обрабатывают так же, как и остальную стек­лянную посуду.

Пипетки, бывшие в употреблении, тщательно протирают тонкой упругой проволокой, на конец которой плотно накручи­вают кусочек ваты или марли в виде сливы. Для того чтобы загрязнения снимались быстрее и легче, пользуются горячей мыльной водой, раствором питьевой соды или стирального порошка.

Закупорившийся канал пипетки прочищают тонкой проволокой или мандреном от тонких игл шприцев. Промытые пипетки складывают в таз, заливают теплым раствором горчицы или мыль­ной водой и ставят на слабый огонь. После 20—30-минутного кипячения пипетки вынимают и несколько раз ополаскивают сначала теплой проточной, а затем дистиллированной водой.

Сильно загрязненные пипетки также очищают вначале ершом с мылом или содой, а затем погружают в хромовую смесь, налитую в ванночку или банку, по высоте соответству­ющую длине обрабатываемых пипеток. В хромовой смеси пипетки выдерживают 20—30 минут, затем в течение несколь­ких минут промывают проточной и дважды ополаскивают ди­стиллированной водой.

Мытье предметных и покровных стекол. Предметные и по­кровные стекла должны иметь абсолютно чистую поверхность и быть хорошо обезжиренными. Капля воды, нанесенная на обезжиренное стекло, растекается равномерно, а на плохо обезжиренном стекле распадается на мелкие капельки. Пред­метные и покровные стекла рекомендуется мыть и ополаскивать в резиновых перчатках, чтобы не загрязнять их жиром, находящимся на поверхности кожи.

Стекла предметные и покровные, не бывшие в употребле­нии, моют в теплой мыльной воде и после ополаскивания за­ливают смесью Никифорова (этиловый спирт:эфир в соотношении 1:1). Если стекла, выну­тые через 2—3 дня из смеси Никифорова, сохраняют следы жира, их складывают в фарфоровую чашечку, заливают 2—5% раствором гидрокарбоната натрия или едкого натра, ставят на слабый огонь и кипятят, считая от момента закипания воды, в течение 20—30 минут. После кипячения в щелочном растворе стекла ополаскивают проточной водопроводной во­дой, опускают на 10—15 минут в 5—10% раствор соляной кислоты, и затем промывают проточной и дистиллированной водой.

Предметные и покровные стекла, бывшие в употреблении, загрязненные краской и иммерсионным маслом, обрабатыва­ют следующим способом:

— опускают на 2 ч в концентриро­ванную серную кислоту или хромовую смесь, затем тщатель­но промывают проточной водопроводной водой;

— заливают 5% раствором гидрокарбоната натрия или щелочи (едкое ка­ли или едкий натр), ставят на слабый огонь и кипятит в те­чение 30—40 минут.

Силиконирование лабораторной посуды. Тщательно вымы­тую и обезжиренную посуду высушивают и заливают на несколько минут при комнатной температуре 3% раствором полиметилсилоксановой жидкости (марка ПMC-200 или ПМС-300) в хлороформе. При этом на поверхности стекла образуется тончайшая органосиликоновая пленка с хороши­ми гидрофобными и адгезивными свойствами. Жидкость мож­но использовать многократно. Обработанную таким образом посуду помещают на 2 ч в сушильный шкаф при температуре 180—210°С, после этого посуда готова к употреблению. Плен­ка не смывается водой и не разрушается кислотами. Для ее удаления посуду следует в течение 2 ч кипятить в 10% рас­творе щелочи.

Сушка и хранение чистой лабораторной посуды. Высушен­ную посуду просматривают на свет. Стекло ее должно быть совершенно прозрачным, без матового налета и пятен.

Вымытую посуду не вытирают, а сушат при комнатной температуре (холодная сушка) или горячим воздухом в су­шильном шкафу при температуре 100—105°C.

Чисто вымытую и высушенную посуду, закрытую пробками с бумажными колпачками или без них, хранят в местах, на­дежно защищенных от пыли, лучше всего в плотно закрыва­ющемся шкафу.

Дезинфекцией является уничтожение микроорганизмов в объектах внешней среды.

В микробиологических лабораториях дезинфекционные ме­роприятия используются очень широко. Оканчивая работу с заразным материалом, сотрудники бактериологических лабо­раторий производят профилактическую дезинфекцию рук и рабочего места.

Дезинфекции подвергают отработанный патологический материал (кал, моча, мокрота, различного вида жидкость, кровь) перед выбрасыванием его в канализацию.

Загрязненные патологическим материалом или культурой микробов градуированные и пастеровские пипетки, стеклян­ные шпатели и металлические инструменты тотчас после их употребления опускают в стеклянные банки с дезинфицирую­щим раствором, находящиеся на столе у каждого рабочего места.

Обязательной дезинфекции подлежат также использован­ные в работе предметные и покровные стекла, так как даже в фиксированном и окрашенном мазке иногда сохраняются жизнеспособные микроорганизмы, которые могут явиться источником внутрилабораторного заражения. Не обрабатывает­ся дезинфицирующими средствами только та посуда, в кото­рой выращивались микроорганизмы. Ее складывают в метал­лические бачки или биксы, пломбируют и сдают на автоклавирование.

Выбор дезинфицирующего вещества, концентрация его раствора, соотношение между количеством дезинфицирующего вещества и обеззараживаемого материала, а также про­должительность срока дезинфекции устанавливаются в зави­симости от конкретных условий, учитывающих в первую оче­редь устойчивость обеззараживаемых микробов, степень пред­полагаемого загрязнения, состав и консистенцию материала, в котором они находятся.

Дезинфекция рук после работы с заразным материалом и при попадании его на кожу. По окончании работы с заразным материалом руки профилактически дезинфицируют. Ватный шарик или марлевую салфетку смачивают 1% раствором хлорамина, протирают сначала левую, затем правую кисть руки в такой последовательности: тыл кисти, ладонная поверхность, межпальцевые пространст­ва, ногтевые ложа. Таким образом, сначала обрабатывают места наименее загрязненные, затем переходят к участкам кожи, загрязненным наиболее сильно. Протирают руки в течение 2 минут двумя тампонами последовательно. При загрязнении рук культурой патогенного микроба или патологиче­ским материалом в первую очередь дезинфицируют загряз­ненные участки кожи. С этой целью их покрывают на 3—5 минут ватой, увлажненной 1% раствором хлорамина, затем вату сбрасывают в бачок или ведро с отработанным ма­териалом, а руки обрабатывают вторым тампоном так же, как и при профилактической дезинфекции. После обработки хлорамином руки моют теплой водой с мылом. При работе с бактериями, образующими споры, обработка рук производится 1% активированным хлорамином. При попадании на руки заразного материала экспозицию дезинфицирующего ве­щества увеличивают до 5 минут.

Стерилизация, в отличие от дезинфекции, предусматривает уничтожение в стерилизуемом объекте всех вегетативных и споровых, патогенных и непатогенных микроорганизмов. Стерилизацию производят различными способами: паром, сухим горячим воздухом, кипячением, фильтрацией и т. д. Выбор того или иного способа стерилизации определяется качеством и свойствами микрофлоры стерилизуемого объекта.

Перед стерилизацией лабораторную посуду моют и сушат. Пробирки, флаконы, бутыли, матрацы и колбы закрывают ватно-марлевыми пробками. Поверх пробок на каждый сосуд (кроме пробирок) надевают бумажные колпачки.

Резиновые, корковые и стеклянные пробки стерилизуют в отдельном пакете, привязанном к горлышку посуды. Чашки Петри стерилизуют завернутыми в бумагу по 1—10 штук. Пастеровские пипетки по 3—15 шт. заворачивают в оберточную бумагу. В верхнюю часть каждой пипетки вкладывают кусочек ваты, предупреждающий попадание материала в окружающую среду. При завертывании пипеток нужно соблюдать большую осторожность, чтобы не обломать запаянные концы капилляров. Во время работы пипетки из пакета вынимают за верхний конец.

В верхнюю часть градуированных пипеток, как и в пастеровские пипетки, вставляют предохранительную вату и затем заворачивают в плотную бумагу, нарезанную предварительно полосками шириной 2—2,5 см и длиной 50—70 см. Полоску кладут на стол, левый конец ее загибают и завертывают им кончик пипетки, затем, вращая пипетку, навертывают на нее ленту бумаги. Для того чтобы бумага не разворачивалась, противоположный конец ее закручивают или приклеивают. На бумаге надписывают объем завернутой пипетки. При наличии пеналов градуированные пипетки стерили­зуют в них.

Лабораторную посуду стерилизуют:

а) сухим жаром при температуре 180°С и 160°С соответственно 1 ч и 150 минут.

б) в автоклаве при давлении 1,5 атм. в течение 60 минут, для уничтожения споровой микрофлоры – 90 минут при 2 атм.

Стерилизация шприцев. Шприцы стерилизуют в разобран­ном виде: отдельно цилиндр и поршень в 2% растворе гидрокарбоната натрия 30 минут. При работе со спороносной микро­флорой стерилизацию производят в автоклаве при 132±2°С (2 атм.) в течение 20 мин, при 126±2°С (1,5 атм.) — 30 мин. Простерилизованный шприц собирают после того, как он остынет, в цилиндр вставляют поршень, надевают иглу, пред­варительно вынув из нее мандрен. Иглу, цилиндр и поршень берут пинцетом, который стерилизуют вместе со шприцем.

Стерилизация металлических инструментов. Металличе­ские инструменты (ножницы, скальпели, пинцеты и пр.) сте­рилизуют в 2% растворе гидрокарбоната натрия, который предупреждает появление ржавчины и потерю остроты. Лез­вия скальпелей и ножниц перед погружением в раствор рекомен­дуется обертывать ватой.

Стерилизация бактериальных петель. Бактериальные пет­ли, сделанные из платиновой или нихромовой проволоки, сте­рилизуют в пламени спиртовой или газовой горелки. Такой способ стерилизации получил название прокаливания или фламбирования.

Петлю в горизонтальном положении вносят в нижнюю, наиболее холодную, часть пламени горелки, чтобы не про­изошло разбрызгивания сжигаемого патогенного материала. После того как он сгорит, петлю переводят в вертикальное положение, накаливают докрасна вначале нижнюю, затем верхнюю часть проволоки и прожигают петледержатель. Про­каливание в целом занимает 5—7 с.

Подготовка к стерилизации и стерилизация бумаги, марли и ваты. Вату, марлю, фильтровальную бумагу стерилизуют в сухожаровой печи при температуре 160°С в течение часа от момента показания термометром данной температуры или в автоклаве при давлении 1 атм. в течение 30 минут.

Перед стерилизацией бумагу и марлю нарезают кусочка­ми, а вату сворачивают в виде шариков или тампонов нуж­ной величины. После этого каждый вид материала в отдель­ности по одной или несколько штук заворачивают в плотную бумагу. При разрыве пакета стерилизованный материал следует стерилизовать повторно, так как стерильность его нарушается.

Стерилизация перчаток и других резиновых изделий. Из­делия из резины (перчатки, трубки и т. д.), загрязненные ве­гетативной формой микробов, стерилизуют кипячением в 2% растворе гидрокарбоната натрия или текучим паром в те­чение 30 минут; при загрязнении спороносной микрофло­рой—в автоклаве при давлении 1,5—2 атм. в течение 30 или 20 минут. Резиновые перчатки перед стерилизацией внутри и сна­ружи пересыпают тальком для предохранения их от склеива­ния. Между перчатками прокладывают марлю. Каждую пару перчаток завертывают отдельно в марлю и в таком виде по­мещают в биксы.

Стерилизация патогенных культур микробов. Пробирки и чашки, содержащие культуры микробов, не нужные для даль­нейшей работы, складывают в металлический бак, пломбиру­ют крышку и сдают на стерилизацию. Культуры патогенных микробов, вегетативные формы, убивают в автоклаве в течение 30 минут при давле­нии 1 атм. Сдача баков для стерилизации в автоклавную производит­ся специально выделенным лицом под расписку. Режим сте­рилизации регистрируется в специальном журнале. При уничтожении культур микробов I и II групп патогенности, а также материала, зараженного или подозрительного на заражен­ность возбудителями, отнесенными к этим группам, баки с от­работанным материалом переносят на металлических под­носах с высокими бортами в присутствии сопровождающего лица, допущенного к работе с заразным материалом.

Стерилизация кипячением. Стерилизацию кипячением про­изводят в стерилизаторе. В стерилизатор наливают дистиллированную воду, так как водопроводная образует накипь. (Стеклянные предметы погружают в холодную, металлические предметы—в горячую воду с добавлением гидрокарбоната натрия). Стерилизуемые предметы кипятят на слабом огне 30-60 минут. Началом стерилизации считается момент закипания воды в стерилизаторе. По окончании кипячения инструменты берут стерильным пинцетом, который кипятят вместе с остальными предметами.

Стерилизация сухим жаром. Стерилизация сухим жаром производится в печи Пастера. Подготовленный к стерилиза­ции материал кладут на полки так, чтобы он не соприкасался со стенками. Шкаф закрывают и после этого включают обо­грев. Продолжительность стерилизации при температуре 150°С 2 ч, при 165°С – 1 ч, при 180°С – 40 мин, при 200°С – 10-15 мин (при 170°С бумага и вата желтеют, а при более высокой температуре обугливаются). Началом стерилизации считается тот момент, когда тем­пература в печи достигнет нужной высоты. По окончании срока стерилизации печь выключают, но дверцы шкафа не открывают до полного охлаждения, так как холодный воздух, поступающий внутрь шкафа, может вызвать образование тре­щин на горячей посуде.

Стерилизация паром под давлением. Стерилизацию паром под давлением производят в автоклаве. Автоклав состоит из двух котлов, вставленных один в другой, кожуха и крышки. Наружный котел называют водопаровой камерой, внутрен­ний — стерилизационной камерой. В водопаровом котле про­исходит образование пара. Во внутренний котел помещают стерилизуемый материал. В верхней части стерилизационного котла имеются небольшие отверстия, через которые прохо­дит пар из водопаровой камеры. Крышка автоклава гермети­чески привинчивается к кожуху. Кроме перечисленных основных частей, автоклав имеет ряд деталей, регулирующих его работу: манометр, водомер­ное стекло, предохранительный клапан, выпускной, воздушный и конденсационный краны. Манометр служит для опре­деления давления, создающегося в стерилизационной камере. Нор­мальное атмосферное давление (760 мм рт. ст.) принимается за нуль, поэтому в неработающем автоклаве стрелка манометра стоит на нуле. Между показания­ми манометра и температурой имеется определенная зависи­мость (табл. ).

Соотношения показаний манометра и температуры кипения воды

источник

Алгоритм «Дезинфекция предметных стекол для исследования мокроты в клинико- иммунологической лаборатории»

Цель: профилактика внутрибольничной инфекции.

Условия: после проведения гематологических и других исследований крови.

Показания: контроль за внутрибольничными инфекциями.

— дезинфицирующие и моющие средства;

— азопирамовая и фенолфталеиновая пробы.

Порядок выполнения:

11.12 Алгоритм «Дезинфекция пробирок в клинико- иммунологической лаборатории»

Цель: профилактика внутрибольничной инфекции.

Условия: после проведения гематологических и других исследований крови.

Показания: контроль за внутрибольничными инфекциями.

— дезинфицирующие и моющие средства;

— азопирамовая и фенолфталеиновая пробы.

Порядок выполнения:

11.13 Алгоритм «Дезинфекция стеклянных банок для мочи

в клинико- иммунологической лаборатории»

Цель: профилактика внутрибольничной инфекции.

Условия: после проведения гематологических и других исследований крови.

Показания: контроль за внутрибольничными инфекциями.

— дезинфицирующие и моющие средства;

— емкость для сбора биологического материала;

Порядок выполнения:

Дата добавления: 2015-02-05 | Просмотры: 3621 | Нарушение авторских прав

источник

Для дезинфекции объектов ветеринарного надзора применяют различные средства (химические, физические) и методы (влажный, аэрозольный) с использованием специальной техники (А.А.Поляков, 1986, 1993; М.П.Бутко и др., 2000; А.А.Закомырдин, 2002, 2003; К.Н.Сон, 2001; С.С.Царукян, 2005; К.В.Бурченко, 2006 и др.).

К химическим дезинфицирующим средствам, используемым для санации объектов, где проводят исследование и временное хранение сырья животного происхождения (в том числе охлажденного мяса), предъявляются высокие требования. При этом необходимо учитывать особенности использования того или иного помещения ЛВСЭ рынков по прямому назначению. Например, хлорсодержащие препараты возможно применять для дезинфекции лишь тех объектов, где нет непосредственного контакта с тушами животных и готовой продукцией (база предубойного содержания животных, карантинное отделение, убойный цех мясокомбината и др.).

Дезинфекцию различных объектов при работе с ПБА III-IV групп патогенности осуществляют физическим (кипячение, водяной насыщенный пар под избыточным давлением, сухой горячий воздух, УФ-облучение), химическим (использование растворов дезинфицирующих средств) и биологическими (биологические овициды) методами.

Для дезинфекции допускается использование только дезинфицирующих средств и дезинвазионных (биологических овицидов) средств и оборудования (дезинфекционные камеры, паровые и воздушные стерилизаторы, распыливающие устройства, установки, бактерицидные облучатели, моечные машины, бактериальные фильтры, стерилизационные коробки и т.д. ), разрешенных в установленном порядке к промышленному выпуску и применению в Российской Федерации.

Методы и средства обеззараживания определяются в каждом отдельном случае в зависимости от ПБА и характера обеззараживаемого материала.

При проведении дезинфекции предпочтение следует отдавать физическому методу вследствие его надежности и безопасности для персонала.

Дезинфекцию с использованием физического метода выполняют:

— паровым методом (в паровом стерилизаторе);

— воздушным методом (в воздушном стерилизаторе);

— паровоздушным методом (в дезинфекционной камере);

— токами сверхвысокой частоты (СВЧ) (для отходов).

Допускается кипячение в воде или в воде с добавлением натрия двууглекислого (сода пищевая) в дезинфекционном кипятильнике.

Дезинфекции способом кипячения подвергают посуду, в том числе лабораторную, белье, защитную одежду персонала, перчатки резиновые, резиновые шланги, пробки, груши для пипетирования зараженного материала, инструменты после вскрытия лабораторных животных, жидкие отходы, смывные воды, уборочный материал, мешочки для транспортирования диких грызунов и др.

Паровым методом обеззараживают посуду лабораторную, защитную одежду персонала, бактериологические посевы, банки и бачки для животных, подстилочный материал, выделения животных, остатки корма, металлические садки, бачки из-под вскрытых животных и орудия лова, воздушные бактериальные фильтры, трупы животных, жидкие отходы, смывные воды.

Дезинфекции воздушным методом подвергают лабораторную посуду из стекла, металлов, силиконовой резины без упаковки. Этим методом дезинфицируют посуду, не загрязненную органическими веществами.

Паровоздушным методом в дезинфекционных камерах обрабатывают ватные куртки, брюки, постельные принадлежности, полушубки, шапки, кожаную и меховую обувь, тапочки.

С использованием дезинфицирующих средств проводят обеззараживание ограниченных участков почвы, поверхностей в помещениях, мебели, оборудования, защитной одежды персонала, белья, перчаток резиновых, очков, обуви, посуды лабораторной (пипетки, пробирки, колбы, чашки Петри, предметные стекла, гребенки для сушки культур, шприцы и др.), инструментов, в том числе после вскрытия лабораторных животных, металлических ящиков, садков, бачков из-под вскрытых животных и орудий лова, воздушных фильтров, подстилочного материала, жидких отходов, смывных вод, выделений больного (мокрота, моча, фекалии), посуды из-под выделений больного, санитарно-технического оборудования, уборочного материала, мусорных ящиков, транспорта.

Для дезинфекции применяют средства, содержащие в качестве действующих веществ (ДВ) активный кислород (перекисные соединения и др.), катионные поверхностно-активные вещества (КПАВ), хлорактивные соединения, альдегиды, спирты (этанол, пропанол и др.) чаще всего в виде многокомпонентных рецептур, содержащих одно или несколько ДВ и функциональные добавки (антикоррозионные, дезодорирующие, моющие и др.).

Режимы дезинфекции различных объектов, контаминированных возбудителями III-IV групп патогенности (бактериями, включая микобактерии, вирусами, грибами и спорами бацилл) дезинфицирующими средствами приведены в инструкциях по их применению.

Выбор дезинфицирующего средства определяется спецификой объектов, подлежащих обеззараживанию, и целевым назначением средства.

При проведении текущей и генеральной уборок с применением растворов ДС поверхности в помещениях, приборов, оборудования и др. дезинфицируют способом протирания тканевой салфеткой или ветошью, смоченными раствором ДС. Для этих целей целесообразно использовать дезинфицирующие средства с моющим эффектом. При необходимости экстренной обработки в течение рабочего дня небольших по площади или труднодоступных поверхностей возможно применение готовых форм ДС, например, на основе спиртов, для которых характерно короткое время воздействия, с помощью ручных распылителей или способом протирания растворами ДС, нанесенными на ветошь, или готовыми к применению дезинфицирующими салфетками. Применение ДС с моющими свойствами позволяет объединить обеззараживание объекта с его мойкой, поэтому при проведении текущих и генеральных уборок применяют ДС, обладающие моющим действием.

Для дезинфекции выделений (фекалии, мокрота и др.) и посуды из-под выделений используют в основном хлорактивные средства.

Для дезинфекции столовой посуды, спецодежды и белья используют средства, не содержащие альдегидов, спиртов.

Для дезинфекции изделий медицинского назначения и лабораторной посуды применяются средства на основе альдегидов, катионных поверхностно-активных веществ, перекиси водорода, хлорсодержащие средства. Дезинфекцию изделий и посуды проводят способом погружения в раствор дезинфицирующего средства. Разъемные изделия дезинфицируют в разобранном виде. Каналы и полости изделий заполняют дезинфицирующим раствором.

Для дезинфекции металлических ящиков, садков, бачков из-под вскрытых животных и орудий лова используют средства на основе альдегидов, катионных поверхностно-активных веществ, перекиси водорода, спиртов, хлорсодержащие средства. Дезинфекцию проводят способами протирки в соответствии с режимами, рекомендованными для обеззараживания поверхностей, или способом погружения — в соответствии с режимами, рекомендованными для обеззараживания изделий медицинского назначения в инструкциях по применению средств.

Обеззараживание медицинских отходов классов Б и В (белье, маски, спецодежда, салфетки, изделия медицинского назначения однократного применения и др.) перед утилизацией осуществляют в местах их образования способом погружения в растворы ДС в соответствии с санитарными правилами и нормами «Правила сбора, хранения и удаления отходов лечебно-профилактических учреждений». Для дезинфекции медицинских отходов применяют химический и физический методы обеззараживания по режимам, обеспечивающим гибель соответствующих возбудителей. Дезинфекция выделений, крови, мокроты и др. проводится также сухими хлорактивными ДС (хлорная известь, кальция гипохлорит нейтральный и пр.). Возможно одновременное обеззараживание и утилизация медицинских отходов с использованием установок, разрешенных к применению в установленном порядке.

В лаборатории должен храниться как минимум недельный запас дезинфицирующих средств.

Вновь поступающие на склад партии дезинфицирующих средств необходимо контролировать на содержание действующего вещества.

Дезинфицирующие растворы готовят в специально отведенных помещениях или вытяжном шкафу. На емкости с дезинфицирующим раствором должны быть указаны его название, концентрация и дата приготовления.

Автоклавирование проводится персоналом, имеющим свидетельство об окончании специальных курсов.

Контроль работы паровых и воздушных стерилизаторов, используемых для обеззараживания материалов, проводят согласно действующим инструктивно-распорядительным и методическим документам физическим, химическим и биологическим методами.

Бактериологический контроль работы стерилизаторов проводят после монтажа и ремонта аппаратуры, а также в процессе его эксплуатации (плановый — 2 раза в год и при получении неудовлетворительных результатов контроля).

Перенос материала для обеззараживания внутри подразделения проводится в специальных емкостях (баках, ведрах, биксах с крышками).

Текущая уборка помещений проводится ежедневно влажным способом после окончания рабочего дня: в «чистой» зоне лаборатории с применением моющих средств, в «заразной» зоне с применением дезинфектантов.

В боксовых помещениях проводится еженедельная генеральная уборка помещений с применением дезинфицирующих средств. Поверхности в помещениях, аппараты, приборы протирают дезинфицирующим раствором, стены обрабатывают на высоту до 2 метров. После влажной уборки включают бактерицидные лампы. Эксплуатация бактерицидных облучателей должна осуществляться в соответствии с действующими методическими документами по применению бактерицидных ламп для обеззараживания воздуха и поверхностей в помещениях, утвержденными в установленном порядке.

Стеклянные поверхности бактерицидных ламп следует протирать в выключенном положении ветошью, смоченной спиртом, не реже 1 раза в неделю.

Уборочный инвентарь должен быть промаркирован отдельно для «чистой» и «заразной» зон. Перенос его из одной зоны в другую не допускается.

По окончании работ медицинский персонал должен обработать руки дезинфицирующим раствором или 70% спиртом с последующим мытьем с мылом. Допускается использование кожных антисептиков в соответствии с инструкциями по применению.

Эффективность дезинфекции объектов лабораторий ветеринарно-санитарной экспертизы на продовольственных рынках контролируют по наличию таких наиболее распространённых микроорганизмов, как кишечная палочка и стафилококк. После проведённой дезинфекции не должно быть обнаружено их роста.

источник